Técnicas

Lentes
Microscopía de campo claro y epifluorescencia y que tiene como accesorio una cámara digital de alta resolución para la captación de imágenes en todas las modalidades que dispone el microscopio (campo claro, contraste interferencial DIC y epifluorescencia).

El microscopio láser confocal es básicamente un microscopio óptico que incluye como fuente de luz un láser y un sistema electrónico que ayuda a la captación de imágenes. Gracias a ello se consigue por un lado un aumento en la resolución y por otro la obtención de imágenes de secciones ópticas extremadamentes finas, eliminando así la interferencia que produce la luz que llega de los diferentes campos ópticos de todo el grosor de la muestra que se observa, consiguiendo así que el enfoque se realice sobre un único plano (confocal). Por todo ello y a que las imágenes obtenidas son imágenes digitales, se pueden obtener aumentos insospechados para la microscopía óptica.

La citometría de flujo se basa en el paso de células de forma individual por un haz de luz generado por un láser. Esta interacción da lugar a la transmisión, dispersión y emisión de dicha luz la cual es recogida por diferentes detectores para su posterior análisis. Gracias a ello podemos diferenciar de forma prácticamente instantánea diferentes poblaciones celulares incluidas en nuestra suspensión. Existen citómetros de flujo (separadores celulares) que montan elementos adicionales que permiten separar células de las diferentes poblaciones que detecta, obteniendo así suspensiones celulares en las que solo se incluye una única población.

Aplicaciones

Los usuarios de la microscopía confocal son del campo de la biología y medicina, principalmente, aunque de forma ocasional se han realizado estudio de materiales.

Imagen
El tipo de muestra que se puede observar con un microscopio confocal es muy variado. Lo más usuales en nuestro servicio son cortes de diferentes tejidos animales y vegetales, células en cultivo y superficie de metales.

Las aplicaciones más usuales suelen ser:

    • Detección de marcados inmunocitoquímicos en tejidos.
    • Análisis de colocalización.
    • Obtención de secciones en serie para reconstrucción pseudo 3D y 3D.


El microscopio de campo claro y epifluorescencia ha sido y esta siendo utilizado principalmente por grupos de investigación de los campos de la biología y medicina, aunque ocasionalmente se ha utilizado para el estudio de materiales.
Los tipos de muestra más estudiados han sido cortes de tejidos animales y vegetales, células en cultivo así como fibras y superficies de algunos materiales.

Los grupos de investigación que pueden utilizar potencialmente la citometría de flujo se encuadran fundamentalmente dentro de los campos de la biología y medicina.
El tipo de muestra que se analiza con esta técnica es una suspensión celular en medio acuoso, pudiéndose obtener dicha suspensión a partir de la disgregación de un tejido animal o vegetal o bien a partir de un cultivo celular.

Las aplicaciones más comunes son:

    • Análisis de la distribución de tamaños y complejidad celular
    • Detección de tipos celulares determinados por medio del marcado con diferentes fluorocromos. Este marcado puede hacerse mediante anticuerpos que reconocen antígenos de superficie o expresando proteínas fluorescentes en el interior de las células.
    • Análisis del ciclo celular en una población mediante la detección de la cantidad de ADN presente en cada célula.
    • Separación de hasta cuatro poblaciones celulares a la vez, diferenciadas a partir de una suspensión celular. La separación se puede realizar en diferentes tipos de tubos, así como en diferentes tipos de placas multipocillos.
    • Obtención de clones celulares mediante separación de células individuales.


Equipamiento

Microscopio LEICA, mod. TCS NT

Prestaciones:

LEICA
    • Objetivos: 5x, 16x multi-inmersión 20x, 40x, 40x inmersión, 63x inmersión.
    • Oculares: 10x/20
    • Iluminación transmitida (12V 100W).
    • Iluminación para sistema de epiflorescencia (lámpara de mercurio de alta presión, 50W y filtros para visualizar I3-FITC, N2.1-Rodamina y UV).
    • Láser Ar/Kr de 75 mW con filtros de excitación 488, 568 y 647 nm. Acoplamiento del láser por fibra optica para eliminar vibraciones y favorecer la estabilidad.
    • Platina galvanométrica en eje Z, controlada por un programa informático, con inserción rotatoria y precisión de 40nm.
    • Módulo confocal de scanner para dos canales, cada uno de ellos dotado con un fotomultiplicador. Dispone de un conjunto de filtros de exitación, dicroicos y barrera totalmente motorizados y controlados por un programa informático. La dotación de filtros es la siguiente: SP510, SP590, BP568 y BP647 para la excitación; RSP510, RSP 660, RT30/70 Y DD488/568 como dicroicos y LP515, LP550, LP590, BP530/30, LP590 Y LP665 como barrera, siendo los cuatro primeros para un canal y los dos últimos para el otro canal de detección.
    • También incluye un módulo adicional para la luz transmitida que permite la digitalización de imágenes en cualquiera de las modalidades de las que dispone el microscopio.
    • Todo el sistema está controlado por un programa informático, Leica TCS NT que facilita la obtención y manejo de las imágenes capturadas. Incluye como módulos adicionales análisis pseudo 3D y 3D.


Microscopio LEICA, mod. SP5 II

Prestaciones:

Leica SP5 II
    • Microscopia invertido Leica DMI 6000 CS Bino.
    • Objetivos: 10x, 20x , 40x inmersión aceite, 63x inmersión aceite, 63x inmersión glicerol y 100x inmersión aceite.
    • Oculares: 10x/20
    • Iluminación transmitida (12V 100W).
    • Contraste de fases paran todos los objetivos y contraste de fases interferencial (DIC) para todos los objetivos salvo el 10x.
    • Iluminación para sistema de epiflorescencia EL6000(lámpara de mercurio de larga vida) y filtros para visualizar I3 (FITC), N2.1 (Rodamina) y A (DAPI).
    • Bancada láser que incluye los láseres:
      -Ar de 100 mW con líneas de emisión en 458, 476, 488, 496 y 514 nm.
      -DPSS 561 nm.
      -HeNe 2 mW 594nm.
      -HeNe 10 mW 633nm.
      -Diodo 50 mW 405 nm.

    • Platina galvanométrica SúperZ tipo H, con un rango de movimiento de 500 micras y paso de 3 nm.
    • Módulo de excitación con AOBS, gracias al cual se eliminan los filtros de excitación.
    • Módulo confocal de scanner para cuatro canales, cada uno de ellos dotado con un fotomultiplicador. Dispone de un sistema espectral de detección, totalmente modulable, con un paso mínimo de 2 nm.
    • También incluye un módulo adicional para la luz transmitida que permite la digitalización de imágenes en cualquiera de las modalidades de las que dispone el microscopio (campo claro, polarización y DIC).
    • Todo el sistema está controlado por un programa informático, Leica LAS AF que facilita la obtención y manejo de las imágenes capturadas. Incluye como módulos adicionales análisis FRAP, FRAP XT, FRET y estudio de células in vivo con una cabina de marca Okolab.ul>

    Microscopio Nikon, modelo Eclipse E 800

    Fotomicroscopio
    Prestaciones:
      Objetivos: 2x, 4x, 10x (DIC), 20x (DIC), 40x (DIC), 60x (DIC) inmersión y 100x (DIC) inmersión.
      • Oculares: 10x/25
      • Iluminación transmitida (12V 100W).
      • Sistema de contraste interferencial Nomarski (DIC).
      • Iluminación para sistema de epiflorescencia (lámpara de mercurio de alta presión, 100W).
      • Filtros para visualizar TRIC (EX 540/25; DM 565; BA 605/55), FITC (EX 465-495; DM 505; BA 515-555), DAPI (EX 340-380; DM 400; BA 435-485)y UV-2ª (EX 330-380; DM 400; BA 420).
      • Cámara digital de alta resolución, Nikon DXM1200, conectada al microscopio y a un ordenador (PC) donde está instalado el programa ACT-1 diseñado para la captación, almacenaje y tratamiento de fotografías.


    Fotolupa
    Microscopio Multizoom Nikon, modelo AZ-100
    Prestaciones
      • Objetivos: 1x (DIC), 2x y 5x.
      • Oculares: 10x/25.
      • Iluminación diascópica (12V 100W).
      • Sistema de contraste interferencial Nomarski (DIC).
      • Iluminación para sistema de epiflorescencia (lámpara de mercurio de alta presión, 100W).
      • Bloques de filtros UV-2A (EX 330-380; DM 400; BA 420), GFP-B (EX 460-500; DM 505; BA 510-560), G-2A (EX 510-560; DM 575; BA 590).
      • Cámara digital Nikon Digital Sight DS-5Mc refrigerada, conectada al microscopio y a un ordenador (PC) donde está instalado el programa Nis-Elements diseñado para la captación, almacenaje y tratamiento de fotografías.



    Citómetro DakoCytomation, modelo MoFlo

    Citómetro
    Citómetro de flujo con separador celular caracterizado por ser un equipo totalmente abierto en el que se puede cambiar su configuaración (MoFlo: Modular Flow).

    Prestaciones:
    Citómetro dotado de:
      • Dos láseres: Coherent Enterprise II con dos picos de emisión, uno en 488 nm y otro entre 351 y 364 nm, y diodo rojo con pico de emisión en 635 nm.
      • 1 fotoreceptor para la luz transmitida (FSC).
      • 8 fotomultiplicadores, 1 de ellos para captar la luz dispersada (SSC) y 7 fluorescencias: 3 para la luz azul, 2 para la ultravioleta y 2 para la roja.
      • Boquillas para diferentes tamaños de partículas o células, 50, 70, 100, 200 y 400 micras.
      • Programa para visualización de los datos Summit, v. 4.0.
      • Dispensador de muestra totalmente automatizado, Smart Sampler, con posibilidad de usar tubos de 0,5 ml., 1,5 ml., 5 ml. base redonda, 14 ml. base redonda, 15 ml. base cónica o 50 ml. base cónica.
      • Separación celular hasta en 4 vías simultáneamente.
      • Aplicación para calibración de la separación, Cyclone.
      • Aplicación para control automático de la separación, Sort Master.
      • Posibilidad de hacer la separación tanto en tubo como en portas o placas multipocillos.

Personal Microscopía Confocal y Citometría


David Navas
Dr. Francisco David Navas Fernández
Técnico responsable
phone_icon40px +34 952 13 2998
email_icon40px fnf@uma.es
Ubicación
Edificio SCAI, Planta Sótano


Dr. José Becerra Ratia
Responsable científico
phone_icon40px +34 952 13 1966 / 1954
email_icon40px becerra@uma.es
Ubicación Dpto. Biología Celular - Fac. Ciencias


Dr. Salvador Guirado Hidalgo
Responsable científico
phone_icon40px +34 952 13 1961
email_icon40px guirado@uma.es
Ubicación Dpto. Biología Celular - Fac. Ciencias



Dr. Ramón Muñoz Chápuli Oriol
Responsable científico
phone_icon40px +34 952 13 1853
email_icon40px chapuli@uma.es
UbicaciónDpto. Biología Animal - Fac. Ciencias
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